Sensibilidad al fluconazol de aislamientos de Trichophyton rubrum
DOI:
https://doi.org/10.51481/amc.v56i1.827Resumen
Antecedentes: Trichophyton rubrum es el dermatofito más frecuentemente aislado a nivel mundial y afecta principalmente: piel glabra, uñas de las manos y de los pies. El fluconazol es utilizado con frecuencia para el tratamiento de las onicomicosis en nuestra población, por lo que el objetivo de la presente investigación fue estudiar la sensibilidad a este antifúngico, de aislamientos costarricenses de T. rubrum.
Métodos: se investigó la sensibilidad in vitro al fluconazol de 80 aislamientos de T. rubrum, obtenidos de muestras de piel y sus anexos. El método utilizado fue el de microdilución M-38A, descrito por el “National Committee for Clinical Laboratory Standards”. Las diluciones finales del fluconazol fueron de 0,25 a 128 µg/ml.
Resultados: la mayoría de los aislamientos fueron obtenidos de uñas de los pies (68,75%). El 86,25% de los aislamientos analizados presentaron una concentración mínima inhibitoria entre 0,25-8 µg/ml, el 8,75% entre 16-32 µg/ml y un 5% > 64 µg/ml. De estos aislamientos resistentes, dos fueron de uñas de los pies y dos de plantas de pie.
Conclusión: debido a que la mayoría de los aislamientos de T. rubrum demostraron ser sensibles al fluconazol, solo se recomienda realizar la prueba de sensibilidad a este antifúngico en casos de falla terapéutica, especialmente en pacientes con onicomicosis en la cual el tratamiento es prolongado.
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Ameen M. Epidemiology of superficial fungal infections. Clin Dermatol 2010;28:197-201.
Relloso S, Arechavala A, Guelfand L, Maldonado I, Walker L, Agorio I, et al. Onicomicosis: estudio multicéntrico clínico, epidemiológico y micológico. Rev Iberoam Mico 2012;29:157163.
Marín G. Diagnóstico de las dermatofitosis. San José: Editorial de la Universidad de Costa Rica,1991.
Salas-Campos I, Gross-Martínez N, Carrillo-Dover P. Micosis superficiales diagnosticadas en el Laboratorio de Micología Médica de la Universidad de Costa Rica. Rev Costarric Cienc Méd 2007;28:29-35.
Ballesté R, Mousqués N, Gezuele E. Onicomicosis revisión del tema. Rev Med Uruguay 2003;19:93-106.
Bradley MC, Leidich S, Isham N, Lewsky BE, Ghannoum MA. Antifungal susceptibilities and genetic relatedness of serial Trichophyton rubrum isolates from patients with onychomycosis of toenail. Mycoses 1999;43:105-110.
Carrillo-Muñoz AJ, Tur Tur C, Hernández-Molina JM, Santos P, Cárdene D, Giusiano G. Antifúngicos disponibles para el tratamiento de las micosis ungueales. Rev Iberoam Mico 2010;27:49-56.
Santos DA, Hamdan S. In vitro antifungal oral drug and drug-combination activity against onychomicosis causative dermathophytes. Med Mycol 2006;44:357-362.
Méndez-Tovar LJ, Manzano-Gayosso P, Velásquez-Hernández V, Millan-Chiu B, Hernández-Hernández F, Mondragón-González R, et al. Resistencia a compuestos azólicos de aislamientos clínicos de Trichophyton spp. Rev Iberoam Mico 2007;24:320-322.
Norris HA, Elewski BE, Ghannoum MA. Optimal growth conditions for the determination of the antifungal susceptibility of three species of dermathophytes with the use of a microdilution method. J Am Acad Dermatol 1999;40:S9-S13.
Jessup CJ, Warner J, Isham N, Hasa I, Ghannoum MA. Antifungal susceptibility testing of dermatophytes: Establishing a medium for inducing conidial growth and evaluation of susceptibility of clinical isolates. J Clin Microbiol 2000;38:341-344.
Clinical Laboratory Standards Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi. Approved standard M38-A2. 2nd edition Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute, 2008.
Gross NT, Salas-Campos I. Métodos de diagnósticos en micología médica. San José: Editorial Universidad de Costa Rica, 2012.
Salas-Campos I, Gross-Martínez N. Agentes etiológicos de onicomicosis diagnosticadas en el laboratorio de micología médica de la Universidad de Costa Rica. Rev Costarric Cienc Méd 2012;54:114-118.
Elewski BE. Onychomycosis. Treatment, quality of life, and economic issues. Am J Clin Dermatol 2000;1:19-26.
Weitzman I, Summerbell R. The dermathophytes. Clin Microbiol Rev 1995;8:240-259.
Vesell ES. On the significance of the host factors that affect drug disposition. Clin Pharmacol Ther 1982;3:1-7.
Manzano-Gayosso P, Méndez-Tovar LJ, Hernández-Hernández F, López- Martínez R. la resistencia a los antifúngicos: un problema emergente en México. Gac Méd Méx 2008,144:23-26.
Carrillo-Muñoz AJ, Cárdenes CD, Carrillo-Orive B, Rodríguez V, del Valle O, Casals JB, et al. In vitro antifungal activity of voriconazole against dermatophytes and superficial isolates of Scopulariopsis brevicaulis. Rev Iberoam Micol 2005; 22:110113.
Méndez Castro C, Serrano MC, Valverde A, Pemán J, Almaeida C, Martín-Mazuelos E. Comparison of E-test® , disk diffusion and a modified CLSI broth microdilution (M 38-A) method for in vitro testing of itraconazole, fluconazole and voriconazole against dermatophytes. Med Mycol 2008; 46:119-123.
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